e-ISSN: 1390-5902

CEDAMAZ, Vol. 13, No. 2, pp. 148–157, Julio–Diciembre 2023

DOI: 10.54753/cedamaz.v13i2.1849

Identiﬁcación morfológica de hongos micorrízicos arbusculares en

poblaciones nativas de Cinchona ofﬁcinalis en la provincia de Loja, Ecuador

Morphological identiﬁcation of arbuscular mycorrhizal fungi in native populations of

Cinchona ofﬁcinalis in the Loja province, Ecuador

Yajaira Arévalo 1,* and Paúl Loján 2

1Centro de investigaciones y Servicios de Análisis Químico (CISAQ), Universidad Nacional de Loja, Loja, Ecuador,

yajaira.arevalo@unl.edu.ec

2Departamento de Ciencias Biológicas y Agropecuarias. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad Técnica Particular de

Loja, Loja, Ecuador, pdlojan@utpl.edu.ec.

*Autor para correspondencia: yajaira.arevalo@unl.edu.ec

Fecha de recepción del manuscrito: 06/04/2023 Fecha de aceptación del manuscrito: 07/08/2023 Fecha de publicación: 30/12/2023

Resumen—Cinchona ofﬁcinalis (cascarilla) ha sido usada para combatir la ﬁebre causada por el paludismo, por esta razón ha sido

sobrexplotada en el sur del Ecuador desde la época colonial llegando a diezmar sus poblaciones nativas. Bajo este contexto, es necesario

establecer estrategias que permitan la reintroducción de esta especie en sus zonas originales de distribución. Una de estas estrategias es

la asociación en su fase temprana de desarrollo con hongos micorrízicos arbusculares (HMA). El objetivo de la presente investigación

fue identiﬁcar los géneros de HMA asociados a poblaciones naturales de Cinchona ofﬁcinalis a través de un análisis morfológico de las

esporas apoyado en descripciones del International Collection of Vesicular Arbuscular Mycorrhizal Fungi (INVAM). La zona de estudio

se concentró en cinco sitios del cantón Loja, de donde se extrajeron muestras de rizósfera y raicillas. Posteriormente se instalaron sistemas

trampa para el cultivo de hongos micorrízicos arbusculares con Plantago lanceolata como planta hospedera. Luego de nueve meses del

establecimiento de los sistemas trampa, se calcularon los porcentajes de colonización y longitud de colonización de raíces. El análisis

morfológico de las esporas permitió identiﬁcar cuatro géneros de hongos micorrízicos arbusculares: Gigaspora, Funneliformis, Glomus

yAcaulospora, el más abundante fue Glomus, seguido de Acaulospora, mientras que Gigaspora fue el más escaso. El porcentaje de

colonización en raíces de C. ofﬁcinalis varió entre el 80% a 89%, mientras que el porcentaje de longitud de colonización de raíz tuvo una

variación de entre el 20,97 y 38,12%. Estos resultados sugieren que, en su ecosistema natural, C. ofﬁcinalis tiene una alta colonización

de hongos micorrízicos, siendo Glomus el género dominante. Los porcentajes de colonización fueron elevados, a diferencia de las plantas

trampa, esto pudo deberse a diferencias en las condiciones ambientales y características del suelo.

Palabras clave—Simbiosis, Conservación, Restauración ecológica, Perturbación, Adaptación.

Abstract—Cinchona ofﬁcinalis (quinine) has been used to combat fever caused by malaria and other types of fevers, which is why it

has been overexploited in southern Ecuador since colonial times, leading to the decimation of its native populations. In this context, it

is necessary to establish strategies that allow the reintroduction of this species in its original distribution areas. One of these strategies is

the association in its early developmental stage with arbuscular mycorrhizal fungi (AMF). The objective of this research was to identify

the AMF genera associated with natural populations of Cinchona ofﬁcinalis through a morphological analysis of the spores, based on

descriptions from the International Collection of Vesicular Arbuscular Mycorrhizal Fungi (INVAM). The study area focused on ﬁve sites in

the Loja canton, where rhizosphere and root samples were collected. Then, trap systems were established for the cultivation of AMF using

Plantago lanceolata as the host plant. After nine months of establishing the trap systems, colonization percentages and root colonization

length were calculated. The morphological analysis of the spores allowed the identiﬁcation of four genera of arbuscular mycorrhizal fungi:

Gigaspora,Funneliformis,Glomus, and Acaulospora, with Glomus being the most abundant, followed by Acaulospora, and Gigaspora

being the least common. The percentage of colonization in C. ofﬁcinalis roots ranged from 80% to 89%, while the percentage of root

colonization length in ﬁeld samples varied between 20.97% and 38.12%. These results suggest that in its natural ecosystem, C. ofﬁcinalis

has a high colonization of arbuscular mycorrhizal fungi, with Glomus being the dominant genus. The colonization percentages were high,

unlike the trap plants, which could be attributed to differences in environmental conditions and soil characteristics.

Keywords—Symbiosis, Conservation, Ecological restoration, Disturbance, Adaptation.

INTRODUCCIÓN

Las especies del género Cinchona fueron catalogadas co-

mo “Salvadoras de la Humanidad” (Zevallos, 1989) y

“Planta Nacional del Ecuador” (Acosta-Solis, 1989), al ser

medicina natural de tradición incaica (Villar del Fresno y

Doadrio, 2008), por su uso en el tratamiento de ﬁebre cau-

sada por el paludismo, desde la época colonial (alrededor

Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución-NoComercial-SinDerivadas 4.0. 148

IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE HONGOS MICORRÍZICOS ARÉVALO et al.

de 1630) (Canales et al., 2020; Júnior et al., 2012; Zevallos,

1989). La Corona Española declaró a los bosques de cascari-

lla de las colinas cercanas a Loja como Reserva Real en 1751

(Crawford, 2016) con la ﬁnalidad de proveer de Cinchona a

la Farmacia Real de Madrid (Fernández-Pérez et al., 2004).

C. ofﬁcinalis, quina o cascarilla, es una especie endémi-

ca del Valle de Loja (Acosta-Solis, 1946; Garmendia, 2005),

pertenece a la familia Rubiaceae. Posee hojas simples, en-

teras, de disposición opuesta e inﬂorescencias cimosas com-

pletas (Villar del Fresno y Doadrio, 2008). El género Cincho-

na está compuesto por árboles y arbustos que pueden alcan-

zar hasta 20 m de altura con un diámetro entre 15 y 20 cm

(Júnior et al., 2012) de madera liviana con poco brillo (Feijoó

et al., 2019).

Los árboles de Cinchona tienen una amplia distribución;

se han encontrado especímenes desde Costa Rica hasta Boli-

via (Andersson, 1998) en un gradiente altitudinal desde 640

a 3200 m s.n.m., pueden ser encontrados en la mayoría de

bosques andinos en las estribaciones oriental y occidental de

la Cordillera de los Andes (López, 2016), pero la cascari-

lla de Loja fue considerada como la mejor según curanderos

y shamanes de la época quienes poseían sus propios méto-

dos para evaluar e identiﬁcar los diferentes tipos de corte-

za (Crawford, 2016; Fernández-Pérez et al., 2004; Moraes

et al., 2006). Es así que la cascarilla fue explotada por más

de un siglo en los sectores Cajanuma y Uritusinga (Armijos-

González y Pérez-Ruiz, 2016), provocando que toneladas de

corteza fueran enviadas a diferentes partes del mundo (Nair,

2010). La importancia medicinal de la quina radica en sus

componentes químicos propios de la familia Rubiaceae: qui-

nina, quinidina, cinconina, cinconidina y diastereoisómeros

(Aymard, 2019; Bajtai et al., 2020; Canales et al., 2020;

Choong, 2009; Nair, 2010).

Desde el siglo XVIII, los bosques de Cinchona fueron per-

turbados en su hábitat natural al ser descortezados y talados,

sin considerar criterios para su conservación (Fernández-

Pérez et al., 2004). Los avances cientíﬁcos promovieron que

en el siglo XX los compuestos químicos provenientes de Cin-

chona fueran sintetizados, lo que ocasionó que la demanda

de corteza de C. ofﬁcinalis disminuyera, reduciendo la pre-

sión sobre los bosques andinos donde se desarrolla esta es-

pecie (Armijos-González y Pérez-Ruiz, 2016). Sin embargo,

actividades antrópicas como la conversión de bosques ha-

cia áreas donde se practica la agricultura y ganadería conti-

núan ejerciendo presión sobre los bosques andinos (Aymard,

2019), lo cual ha generado consecuencias severas para los re-

manentes de C. ofﬁcinalis y los bosques andinos en general,

ya que ha resultado en una reducción de la diversidad ge-

nética y endogamia de las especies que habitan estas zonas

(Cueva-Agila et al., 2019).

En la actualidad las especies de C. ofﬁcinalis están expues-

tas a problemas de conservación y regeneración natural, y

la vegetación original de sus zonas de distribución ha sido

eliminada casi en su totalidad (Villar del Fresno y Doadrio,

2008). A pesar de que C. ofﬁcinalis tiene una alta capacidad

de formar semillas, la regeneración natural de esta especie es

baja, debido a la especiﬁcidad en los requerimientos de cre-

cimiento y germinación de la especie, esto ha provocado que

exista escasez de condiciones para su crecimiento y conser-

vación (Armijos-González y Pérez-Ruiz, 2016). La semilla

de C. ofﬁcinalis tiene un bajo nivel de pureza y viabilidad y

características recalcitrantes, lo que provoca que no puedan

ser conservadas por largos periodos de tiempo, diﬁcultando

la propagación sexual de la especie (Caraguay-Yaguana et

al., 2016). Esto ha provocado que la diversidad y población

de C. ofﬁcinalis no se pueda recuperar y cada vez sea más

difícil de encontrar en los bosques andinos (López, 2016).

La especiﬁcidad de condiciones para la propagación y re-

generación de Cinchona ofﬁcinalis, está ligada a las pobla-

ciones de microorganismos que interactúan en las raíces de

las especies en regiones montañosas (Jäger et al., 2007). En

los Andes existe una gran diversidad de hongos que se rela-

cionan de forma simbiótica con las especies vegetales, don-

de las plantas reciben nutrientes como el fósforo y nitrógeno

proveniente del suelo (Barnes et al., 2016). Las micorrizas

arbusculares son asociaciones simbióticas entre las raíces de

las plantas y hongos del suelo, que son capaces de mejorar la

absorción de nutrientes y agua por parte de la planta. Estos

hongos son muy comunes en la naturaleza llegando a esta-

blecer relaciones simbióticas con más del 80% de las plantas

terrestres (Smith y Read, 2010).

En el contexto de la introducción de especies forestales,

las micorrizas arbusculares también juegan un papel impor-

tante, siendo esenciales para el éxito de la restauración de

bosques tropicales, ya que pueden mejorar la supervivencia

y el crecimiento de las plántulas introducidas (Urgiles et al.,

2009). Las estrategias para ayudar al establecimiento y cre-

cimiento de plántulas de C. ofﬁcinalis se basan en la sim-

biosis y caracterización de hongos micorrízicos arbuscula-

res (HMA) y su ubicación en diferentes escalas geográﬁcas

(Haug et al., 2010). Por lo tanto, el objetivo del presente tra-

bajo fue identiﬁcar los principales géneros de HMA que se

encuentran asociados con C. ofﬁcinalis en el valle de Loja,

evaluar la colonización micorrízica natural de la especie y

generar aportes importantes para el conocimiento local rela-

cionado con la regeneración de C. ofﬁcinalis en asociación

con HMA y su posterior incorporación a bosques naturales

de la zona o para su inoculación en la fase de propagación en

vivero. Para esto, se evaluó también la morfología y porcen-

tajes de colonización en plantas trampa Plantago lanceolata

para detectar, monitorear y evaluar la presencia y actividad

de organismos especíﬁcos en el suelo.

MATERIALES Y MÉTODOS

Zona de estudio

La zona de estudio se ubicó en el cantón Loja y provincia

de Loja, Ecuador, latitud: 3°59.588’ S, longitud 79°12.253’

O donde se recolectaron muestras de rizósfera y raicillas de

individuos adultos de cascarilla de cinco sectores diferentes:

i) Parque Nacional Podocarpus (sector Cajanuma), ii) Gra-

nadillos, iii) Congoya, iv) Yamburara y v) Uritusinga (Figura

1).

Recolección de raicillas y rizósfera

Una vez identiﬁcados los remanentes de C. ofﬁcinalis, jun-

to a la base de cada árbol se realizó un agujero de ~15 cm en

el suelo de donde se extrajeron raicillas y suelo de rizósfera,

la recolección se realizó en 10 individuos adultos excepto en

el sector de Uritusinga donde solo se encontraron especíme-

nes jóvenes (tres años). Las muestras de raicillas fueron con-

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Fig. 1: Caracterización de los sitios de colecta de muestras de rizósfera y raicillas de individuos adultos de cascarilla.

servadas usando tubos Falcon de 50 ml con alcohol al 70%,

mientras que las muestras de suelo rizosférico se colocaron

en bolsas selladas y rotuladas, y se trasladaron al Laboratorio

de Cultivo y Conservación de microorganismos de la Univer-

sidad Técnica Particular de Loja, donde se conservaron en

refrigeración a 4 ºC hasta su uso.

Instalación de plantas trampa

Debido a la naturaleza de simbiontes obligados de los

HMA, se utilizó Plantago lanceolata como planta hospedera

para el establecimiento de los cultivos trampa. Se utilizó un

sustrato a base de arena de mina y tierra en proporción 2:1,

v/v. El sustrato fue esterilizado una vez durante 20 minutos

(120 °C, 1,1kgf/cm2) y se colocó en macetas de 1 kg (75%

de su volumen). Para el establecimiento de los cultivos tram-

pa de HMA, se pesaron 100 g de suelo rizosférico (suelo de

rizósfera + raicillas) de cada árbol y se realizó una muestra

compuesta por cada sitio. De esta muestra se prepararon sie-

te cultivos trampa de HMA por sitio. Cada maceta contenía

~750 g de sustrato desinfectado, 100 g de suelo rizosférico

y 10 semillas desinfectadas de P. lanceolata. Las macetas se

colocaron dentro de fundas sunbag (Sigma-Aldrich) y per-

manecieron en el invernadero durante nueve meses desde la

siembra hasta la cosecha para análisis de las esporas y raí-

ces (Walker, 1999), se instalaron también siete macetas de

plantas testigo con sustrato y semilla desinfectado sin suelo

rizosférico de campo ni raicillas.

Aislamiento de esporas

El aislamiento de las esporas de HMA se hizo tanto de

las muestras de suelo colectadas del campo (días luego del

muestreo) como de los cultivos trampa (al ﬁnalizar los 9 me-

ses de establecimiento de los cultivos). En ambos casos se si-

guió el procedimiento propuesto por Gerdemann y Nicolson

(1963). Como primer paso se prepararon muestras compues-

tas de suelo por cada sitio (la primera en el momento de la

instalación y la segunda al aislar las esporas). Para ello, se

colectaron 100 g de suelo de cada cultivo trampa, la muestra

se colocó en un recipiente, al cual se añadió agua corriente

y se agitó con una varilla de vidrio por cinco minutos hasta

disolver los agregados de suelo. Luego de revolver, se esperó

30 segundos para que los materiales pesados se precipitaran

y se vertió el sobrenadante sobre dos tamices de 125 µm y 45

µm, apilados en ese orden desde arriba hacia abajo. Se repitió

este proceso hasta que el agua del recipiente con la muestra

de suelo hubiera tomado un color transparente claro. Los só-

lidos retenidos en los dos tamices fueron colocados en tubos

Falcon de 50 ml, se añadieron 40 ml de agua destilada y se

centrifugaron a 3500 revoluciones durante tres minutos y se

eliminó el sobrenadante para desechar la materia orgánica en

exceso procedente del suelo rizósferico. En el siguiente pa-

so, se agregó a los tubos 40 ml de una solución de sacarosa al

70%, se agitó la mezcla hasta disolver el pellet de suelo y se

llevó a la centrífuga a las condiciones descritas. Terminado

este proceso se colocó el sobrenadante sobre un tamiz de 38

µm y se lavó bajo un chorro de agua, los sólidos fueron co-

locados en un tubo Falcon con agua destilada y refrigerados

para su posterior análisis.

150

IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE HONGOS MICORRÍZICOS ARÉVALO et al.

Análisis morfológico de esporas y establecimiento de

morfotipos

El material recolectado en los tubos se vertió en lunas de

reloj y fue observado a través de un estereoscopio ZEISS Ste-

mi DV4 de 32x. Con ayuda de una pipeta Pasteur se separa-

ron todas las esporas de HMA con apariencia de viabilidad

(con contenidos lipídicos, sin manchas en la pared externa

de las esporas y turgentes) de los residuos. Las esporas reco-

lectadas fueron colocadas en tubos Eppendorf de 1,5 ml con

etanol al 70%. Se separaron en función de su forma, color, ta-

maño (se midió el diámetro de 20 esporas por morfotipo y se

obtuvo la media), ornamentación y presencia de hifa de sus-

pensión llegando así a establecer diferentes morfotipos (Bag-

yaraj y Stürmer, 1995). Se realizaron montajes permanentes

con soluciones de alcohol polivinílico-ácido láctico-glicerol

(PVLG) y PVLG con solución de Melzer (1:1, v/v). Las ob-

servaciones microscópicas de las placas se realizaron en un

microscopio óptico con objetivos 40x y 100x. Las caracte-

rísticas fueron anotadas y contrastadas con las descripciones

del INVAM - The International Collection of Vesicular Ar-

buscular Mycorrhizal Fungi (Schenck, 2006).

Tinción de raicillas de Cinchona ofﬁcinalis

Las raicillas de cada árbol que fueron extraídas se cortaron

en piezas de un centímetro, se colocaron en tubos Eppen-

dorf de 1,5 ml y siguiendo el método propuesto por Phillips

y Hayman (1970), las raicillas fueron aclaradas en KOH al

10% a 80 °C por una hora en un bloque de calentamiento

Fisher Scientiﬁc, enjuagadas tres veces con agua corriente y

acidiﬁcadas con HCl al 10% a temperatura ambiente por 10

minutos. Se desechó el HCl y los segmentos de raicilla sin

enjuagar se tiñeron con 0,05% de azul de metileno diluido

en ácido láctico al 90% a 80 °C durante una hora en el blo-

que de calentamiento. Finalmente, las raicillas se enjuagaron

con ácido láctico al 50% para eliminar el exceso de azul de

metileno.

Tinción de raicillas de Plantago lanceolata

Para la tinción de raicillas se usó la metodología ya men-

cionada con diferencias de temperaturas y tiempos de tin-

ción, las raicillas se colocaron en KOH durante 30 minutos

a una temperatura de 65 °C en el bloque de calentamiento;

luego de tres enjuagues con agua destilada, se colocó HCl

durante un minuto y sin enjuagar se colocó azul de metileno

al 0,05% por 30 minutos a 65 °C en el bloque de calenta-

miento. Los segmentos de raicilla tinturados se colocaron en

portaobjetos con un microscopio con una ampliﬁcación de

objetivo 40x y se observaron las vesículas, arbúsculos e hi-

fas.

Evaluación del porcentaje de colonización por HMA

Para determinar los niveles de colonización de las raíces

en Plantago lanceolata se examinaron cinco plantas por si-

tio, y para Cinchonna ofﬁcinalis se analizó una placa por ár-

bol, siguiendo la metodología propuesta por Trouvelot et al.

(1986), en la que se asigna una categoría, tomando en cuenta

las estructuras micorrízicas y su abundancia: cada fragmento

de raíz fue caliﬁcado de 0 a 5 según su nivel de colonización

(Figura 2).

Fig. 2: Clases de hongos micorrízicos arbusculares usados para

cuantiﬁcar el porcentaje de colonización. Adaptado de Trouvelot et

al. (1986).

La frecuencia del porcentaje de colonización (%F) fue de-

terminada con la ecuación 1:

%F=N−no

×100 (1)

Donde Nes el número de fragmentos observados y no es

el número de fragmentos sin colonias de micorrizas.

La intensidad de colonización, medida mediante el por-

centaje de la longitud radicular colonizada (%RLC), fue cal-

culada con un promedio de 30 raicillas por árbol usando la

ecuación 2:

%RLC =95n5+70n4+30n3+5n2+n

N(2)

Donde n5, n4, n3, n2, n son la cantidad de fragmentos re-

gistrados como 5, 4, 3, 2, 1 y Nes el total de fragmentos

observados.

El porcentaje de colonización de raíz indica cuán invadi-

das se encuentra el grupo de raicillas observadas por HMA,

mientras que el porcentaje de RLC indica, mediante catego-

rías, el porcentaje de invasión del individuo evaluado.

Análisis estadístico

El análisis de varianza se realizó utilzando las librerías

normtest, nortest y moments en R Core Team (2021). La nor-

malidad de los datos fue veriﬁcada para determinar el tipo

de análisis a implementar. Se efectuó la prueba de Shapiro-

Wilks para determinar la normalidad de los datos de colo-

nización de raíces y colonización de la longitud de la raíz.

Una vez determinado el comportamiento no paramétrico de

los datos se procedió a realizar un test de Levene utilizando

la librería Car en R Core Team (2021), esto permitió analizar

la homocedasticidad de los datos y así veriﬁcar el comporta-

miento homogéneo de las medias, así como la distribución de

las varianzas. Debido a que no se cumplió con el supuesto de

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Tabla 1: Características de esporas usadas para la identiﬁcación de morfotipos de HMA en Cinchona ofﬁcinalis de la provincia de Loja,

Ecuador.

Morfotipo Tamaño (um) Forma Color Melzer N. de

paredes Hifa Característica

pared

Acaulospora 75,19 –

299,7

Globosa,

subglobosa

Amarillo anaranjado,

amarillo claro,

amarillo pastel,

marrón anaranjado.

Positivo 3 Cilíndrica Rugosa

Funneliformis 62,87 –

251,50

Globosa,

subglobosa

Amarillo anaranjado,

amarillo claro,

amarillo pastel,

amarillo con tinte

verde pálido

Negativo 3 Cilíndrica Cicatriz

Gigaspora 202,15 –

923,52

Globosa,

subglobosa

Amarillo anaranjado,

amarillo claro,

amarillo pastel

Negativo 3 Ninguna Lisa

Glomus 51,73 –

148,72

Elipsoidal,

globosa,

subglobosa

Amarillo anaranjado,

amarillo claro,

amarillo pastel,

amarillo con tinte

verde pálido

Negativo 3 Acampanada Lisa

Tabla 2: Número de esporas viables caracterizadas por género y sitio en 100 g de suelo, tanto directamente de campo (directamente en

Cinchona ofﬁcinalis) como de las plantas trampa (Plantago lanceolata).

Sitios N. de

esporas

viables

caracterizadas

Géneros

Glomus Funneliformis Acaulospora Gigaspora

Campo

Cajanuma 41 28 1 10 2

Granadillos 64 37 10 12 5

Yamburara 60 22 19 18 1

Congoya 35 11 10 13 1

Uritusinga 23 15 6 2 0

Plantas trampa

Cajanuma 16 7 5 4 0

Granadillos 41 25 13 0 3

Yamburara 22 16 3 3 0

Congoya 22 17 2 1 2

Uritusinga 25 8 17 0 0

Total 349 186 86 63 14

distribución normal, se procedió a realizar el test de Kruskal-

Wallis implementado para un set de datos no paramétricos,

considerando un nivel de signiﬁcancia del 0,05, este test em-

plea rangos al comparar las medianas y contrasta la hipótesis

de que las muestras han sido obtenidas de una misma pobla-

ción o no.

RESULTADOS

Identiﬁcación morfológica de esporas

A partir del análisis morfológico de las esporas recolecta-

das, en todos los sitios se lograron identiﬁcar cinco morfoti-

pos de HMA (Figura 3) que luego se clasiﬁcaron en cuatro

géneros.

La identiﬁcación se realizó tomando en cuenta caracterís-

ticas similares de color, forma, tamaño, número y rasgos de

paredes, tipo de hifa, ornamentación y reacción al reactivo de

Melzer (Tabla 1).

El morfotipo de esporas más abundante corresponde a es-

poras con características similares en forma color y estructu-

ra a las esporas del género Glomus con un número de esporas

viables contabilizadas de 186, seguido de Funneliformis con

86, Acaulospora 63, mientras que Gigaspora exhibió el me-

nor número con solo 14 esporas (Tabla 2).

Porcentaje de colonización en raíces de Cinchona

(campo), y en raíces de Plantago lanceolata (plantas

trampa)

Las principales estructuras encontradas en las raíces co-

rrespondieron a: hifas, vesículas y esporas intrarradiculares.

Se observó una abundante colonización en las raíces de cas-

carilla obtenidas de campo que varió entre el 80 y 89%, en

las plantas trampa el porcentaje de colonización ﬂuctuó entre

el 2 y 7%. Por otro lado, el porcentaje de RLC de muestras de

campo tuvo una variación de entre el 20,97 y 38,13%, y en

las plantas trampas fue considerablemente menor entre 0,20

y 1,53% (Tabla 3).

La comparación de los datos de colonización en frecuencia

e intensidad por sitio, incluido muestras de campo y plantas

trampa, arrojó un p-value de 0,31 (>0,05), por lo que se con-

cluyó que no existen diferencias signiﬁcativas entre los sitios

152

IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE HONGOS MICORRÍZICOS ARÉVALO et al.

Fig. 3: Morfotipos de esporas encontradas en Cinchona ofﬁcinalis de las zonas de estudio de la provincia de Loja, Ecuador: a) Gigaspora

(10x); b) Funneliformis (40x); c) Glomus (40x); d) Acaulospora (40x); e) Acaulospora (20x). Esporas observadas en PVLG + Melzer.

de estudio. Se realizó un análisis por pares de datos, en don-

de se encontró diferencias signiﬁcativas entre el testigo y los

otros lugares muestreados. El único grupo que mostró dife-

rencias signiﬁcativas con el resto de sitios fue el testigo, ya

que este grupo de plantas trampa no tenía esporas, hifas o

raices colonizadas provenientes del campo.

Tabla 3: Porcentaje de colonización y porcentaje de RLC en

Cinchona ofﬁcinalis (campo) y Plantago lanceolata (planta

trampa).

Sitio Variable Colonización% RLC%

Podocarpus Campo 81,00 38,12

Granadillos Campo 89,00 35,35

Yamburara Campo 79,00 33,81

Congoya Campo 83,33 29,50

Uritusinga Campo 80,00 20,97

Podocarpus Planta trampa 4,60 1,36

Granadillos Planta trampa 3,40 0,92

Yamburara Planta trampa 4,40 0,52

Congoya Planta trampa 7,00 1,53

Uritusinga Planta trampa 2,00 0,20

Testigo Planta trampa 0,00 0,00

La Figura 4 nos permite apreciar que existió un mayor por-

centaje de colonización en las muestras de campo, con pro-

medios muy similares en todos los sitios, entre 79 y 83%. La

colonización de las raíces de Uritusinga y Yamburara tienen

un comportamiento similar, tanto en las medias como en los

valores mínimos y máximos, Congoya mantiene el mismo

promedio y el mismo máximo pero un mínimo mayor, mien-

tras que Granadillos tiene un valor de media superior, pero al

igual que en los otros tres sitios presenta muestras que alcan-

zan el 100%. Por su parte, las muestras tomadas en el Parque

Nacional Podocarpus presentaron baja variabilidad, a excep-

ción de 3 outliers que pueden ser similares a los niveles de

colonización de los otros sitios.

Para las muestras provenientes de campo existe un p-value

de 0.5819 (>0.05), por lo tanto no se encontraron diferen-

cias signiﬁcativas entre las muestras de los sitios, tampoco

se encontraron diferencias entre el testigo y los demás trata-

Fig. 4: Box-plot de porcentaje de colonización de HMA en raíces

de Cinchona ofﬁcinalis (campo) y en las plantas trampa Plantago

lanceolata (plantas trampa).

mientos.

Fig. 5: Box-plot de intensidad de colonización de HMA (%RLC)

en raíces de Cinchona ofﬁcinalis.

Una vez analizados los datos de porcentaje de coloniza-

ción por longitud de raíz de HMA en las muestras de Cin-

chona ofﬁcinalis, se pudo observar que las muestras de cam-

153

e-ISSN: 1390-5902

CEDAMAZ, Vol. 13, No. 2, pp. 148–157, Julio–Diciembre 2023

DOI: 10.54753/cedamaz.v13i2.1849

po tienen comportamiento heterogéneo en función de la zo-

na de muestreo. El Parque Nacional Podocarpus muestra un

mayor porcentaje de colonización, seguido de Granadillos y

Yamburara; Uritusinga muestra un menor porcentaje de co-

lonización junto a Congoya, que tiene una tendencia menor,

con ciertas muestras con valores máximos.

DISCUSIÓN

Los resultados de este estudio indican que existe una alta

colonización de HMA coexistiendo en las raíces de C. of-

ﬁcinalis a nivel de campo, las características morforlógicas

descritas en los resultados fueron comparadas con la base de

datos de INVAM (Schenck, 2006), encontrando similitudes

y algunas variaciones en su descripción.

En el género Acaulospora se coincide en la descripción de

las esporas de forma globosa o subglobosa, así como en la

presencia de una unión entre la espora y la hifa, además de

la reacción positiva al reactivo de Melzer. Sin embargo, se

observan discrepancias en cuanto al color de las esporas, se

obtuvieron tonos como: amarillo anaranjado y amarillo claro,

mientras que en la base de datos señala que las esporas son

subhialinas en su etapa juvenil y se tornan marrón claro al

madurar.

El género Funneliformes descrito en la presente investiga-

ción coincide con la base de datos en la forma de las esporas

globosa y subglobosa, también se observaron tres capas en la

estructura de las esporas y la hifa se describe como cilíndrica,

pero se observaron pequeñas variaciones en la identiﬁcación

de los colores de las esporas, ya que en la base de datos no se

menciona la reacción al reactivo de Melzer.

Las características de Gigaspora coinciden en su forma

globosa y subglobosa y tonalidades de color amarillo ana-

ranjado, claro y pastel, sus paredes presentan tres capas, y

aunque en este estudio no se observaron hifas, en el INVAM

se describe una hifa sustentadora con un ancho de 32 a 45 mi-

cras. Este género fue el menos representado con solo 14 es-

poras viables, esto podría deberse a que este género requiere

de condiciones más especíﬁcas de desarrollo y mayor tiempo

para esporular (Hart y Reader, 2002). En el género Glomus

se concuerda en la forma de las esporas: elipsoide, globosa y

subglobosa, el color de las esporas en tonalidades de amarillo

y en la reacción negativa a Melzer, pero sí existió una varia-

ción en la hifa: se observó una hifa acampanada, mientras

que la base de datos describe una hifa subtendida.

Las diferencias morfológicas encontradas en todos los gé-

neros descritos pueden atribuirse a variaciones entre espe-

cies o subespecies, a diferentes métodos de estudio utiliza-

dos o a posibles variaciones en los especímenes analizados.

Sin embargo, el hecho de que no haya diferencias estadísti-

camente signiﬁcativas entre los grupos de esporas analizados

sugiere que existe una variabilidad aleatoria y no una verda-

dera diferencia en la población. Es importante destacar que

muchos caracteres morfológicos se conservan en diferentes

taxones en Glomales, y su diseño simple oculta una diver-

gencia considerable a nivel molecular (Morton y Redecker,

2001; Schussler y Walker, 2010). Walker et al. (2007) en su

estudio observó la presencia de un hongo formador de espo-

ras dimórﬁcas, produciendo dos tipos de esporas, cada uno

de los cuales se habían clasiﬁcado en un género distinto. La

caracterización y descripción de especies de HMA están li-

mitadas por el estado del conocimiento y la disponibilidad de

referencias, por lo que se vuelve necesario combinar morfo-

logía, ﬁlogenia y ecología para caracterizar adecuadamente a

los HMA (Gamper et al., 2009). Integrando estos enfoques,

podremos obtener una visión más completa y precisa de la

diversidad y las relaciones evolutivas de los HMA.

El género Glomus fue encontrado en todos los sitios mues-

treados, lo cual podría indicar que tiene un rango de presen-

cia amplio. Esto coincide con el estudio de Apolo (2012)

quien identiﬁcó a los géneros Glomus y Acaullospora tan-

to en la provincia de Loja como en las islas Galápagos. Es-

ta tendencia concuerda con los trabajos de Karaarslan et al.

(2015), Medina et al. (2010) y Urgiles et al. (2019), quienes

han descrito al género Glomus como una especie generalista.

Estudios realizados por Guamán (2014) en la provincia de

Loja, por Serrano (2013) en las islas Galápagos, por Medina

et al (2010) en Cuba y por Pérez y Peroza (2013) en Colom-

bia, coinciden en que el género más dominante es Glomus

con un porcentaje que va desde el 64,4 al 92% de los mor-

fotipos evaluados, Paraglomus y Gigaspora son los menos

abundantes con un rango de 1,6 a 4%.

El menor porcentaje de colonización de raíces de casca-

rilla fue en el sitio Uritusinga, donde se encontraron los es-

pecímenes de menor edad, razón por la cual se asume que

la simbiosis tarda en establecerse, supuesto que coincide con

Dodd (2011) quien aﬁrma que las plantas con sistemas ra-

diculares jóvenes son menos micotróﬁcas que las que tienen

raíces más gruesas y leñosas y esto determina la capacidad

de absorción de nutrientes.

Se obtuvo una abundante colonización y porcentaje de

RLC en las raíces de cascarilla obtenidas de campo, mien-

tras que en las plantas trampa estos porcentajes fueron es-

casos. En estudios similares en Cinchona, Guamán (2014),

Apolo (2012), Guachón y Prado (2012), Rodríguez (2014) y

Serrano (2013) obtuvieron altos porcentajes de colonización

de raíz de Cinchona sp. que variaron entre el 58 y 100%,

datos que concuerdan con la presente investigación donde se

encontró un porcentaje de colonización promedio de 79% a

83%, demostrando el alto grado de micotrofía de esta espe-

cie, por lo que los HMA podrían tener un rol importante para

su desarrollo y adaptación al medio.

Apolo (2012) obtuvo un porcentaje de colonización me-

nor al 1% en plantas trampa, lo cual coincide con los resul-

tados de esta investigación donde se obtuvo un máximo de

7% de colonización de raíces de P. lanceolata; esta diferen-

cia en porcentaje de colonización entre raíces de campo y

plantas trampa se presume podría deberse a la diferencia de

las condiciones ambientales y la escasa fertilidad del sustrato

usado para P. lanceolata: tal y como lo aﬁrman Urgiles et al.

(2016), la inoculación de HMA y la aplicación de fertilizan-

tes en cantidades moderadas facilita y mejora el establecien-

to de plántulas, teniendo en cuenta que tanto la diversidad

de especies de HMA como su dominancia están relacionadas

con propiedades físico-químicas del suelo, el contenido de

nutrientes y la composición ﬂorística de cada lugar (Urgiles

et al., 2019; van der Heijden et al., 2003),

Las diferencias de porcentajes de colonización entre los

distintos géneros encontrados en el suelo rizosférico, es pro-

bable que se atribuyan a la diferencia de estrategias de colo-

nización usadas por los diferentes taxones de HMA: Glomus

yAcaulospora tienen un micelio extra-radicular altamente

154

IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE HONGOS MICORRÍZICOS ARÉVALO et al.

infeccioso con hifas delicadas y difusas mientras que Gigas-

pora se regenera con mayor frecuencia a partir de esporas,

tienen hifas robustas y densamente agregadas, la latencia de

las esporas y las necesidades ambientales especíﬁcas para

la germinación de las esporas presumiblemente ralentizan la

velocidad a la que los HMA que se regeneran por esporas

pueden colonizar las raíces de las plantas (Hart y Reader,

2002).

Los resultados de la presente investigación ayudan a com-

prender la complejidad y dinámica de la rizósfera. El análisis

morfológico del suelo puede proporcionar información sobre

la estructura y composición del suelo asociado a C. ofﬁcina-

lis, incluyendo la presencia y distribución de los agregados

del suelo y su inﬂuencia en la productividad de las plantas

y el funcionamiento de los ecosistemas (Rillig y Mummey,

2006). El porcentaje de colonización micorrícica puede indi-

car la presencia y nivel de la simbiosis entre los hongos mi-

corrícicos y las raíces de las plantas. Philippot et al. (2013)

en su revisión aﬁrman que la red de micelios puede funcionar

como un sistema de mensajería, lo que implica que una alta

colonización de HMA podría ser beneﬁciosa para la planta

al permitir una comunicación más eﬁciente para la activa-

ción de las defensas contra herbívoros. El porcentaje de RLC

ofrece información sobre la extensión de la red micorrícica

y su contribución a la formación de agregados estables en el

suelo, que mejoran la porosidad del suelo y permiten el ﬂu-

jo de aire y agua. La rizósfera es compleja y dinámica por

lo que entender su ecología y evolución es clave para mejo-

rar la productividad de las plantas y el funcionamiento de los

ecosistemas (Philippot et al., 2013).

Este trabajo de investigación evidencia la simbiosis entre

C. ofﬁcinalis y los HMA que podría servir de línea base en

futuras investigaciones que permitan incrementar el conoci-

miento sobre la importancia de la asociación micorrízica para

el crecimiento, desarrollo y rendimiento de las plantas a tra-

vés de análisis genéticos para una identiﬁcación precisa de

las especies. También el estudio de las etapas de desarrollo

de las esporas proporcionaría una comprensión más comple-

ta de su estructura y características a lo largo del ciclo de

vida, y adicionalmente se podrían evaluar las interacciones

planta-hongo para estudiar los efectos de la colonización mi-

corrícica en el crecimiento, nutrición y la resistencia de la

planta, así como las respuestas del hongo a las condiciones

del suelo y la planta huésped.

CONCLUSIONES

Se observa una alta interacción de hongos micorrícicos

arbusculares (HMA) en las raíces de C. ofﬁcinalis a nivel

de campo. Se identiﬁcaron diversas especies de HMA, en-

tre ellas, Acaulospora,Funneliformes,Gigaspora yGlomus.

Es importante destacar que el género Glomus fue el más pre-

valente en todos los sitios muestreados, seguido por Acaulos-

pora. La colonización de las raíces de C. ofﬁcinalis por HMA

mostró altos niveles en el entorno natural, mientras que se re-

gistraron niveles bajos en las plantas trampa. Esta diferencia

podría atribuirse a las disparidades en las condiciones am-

bientales y características del suelo entre los árboles en su

hábitat natural y los cultivos trampa. Cabe señalar que no se

encontraron diferencias estadísticamente signiﬁcativas en la

abundancia de HMA entre los diversos sitios de estudio, lo

que sugiere que las condiciones edáﬁcas y climáticas en to-

dos los sitios evaluados podrían ser similares.

AGRADECIMIENTOS

Al Ing. Hernán Lucero por su apoyo en la colecta de mues-

tras, a César Benavidez por su apoyo en la toma de datos de

campo y asesoría estadística y a la maestría en Biotecnología

con Mención en Producción Vegetal de la Universidad Téc-

nica Particular de Loja por el ﬁnanciamiento y respaldo en la

elaboración de esta investigación.

CONTRIBUCIONES DE LOS AUTORES

Conceptualización: YA, PL; metodología: PL y YA; aná-

lisis formal: YA, PL; investigación: YA, PL; recursos: PL;

curación de datos: YA; redacción — preparación del borra-

dor original: YA; redacción — revisión y edición: YA, PL;

visualización: YA; supervisión: PL; administración de pro-

yecto: PL; adquisición de ﬁnanciamiento para la investiga-

ción: PL. Todos los autores han leído y aceptado la versión

publicada del manuscrito.

Yajaira Arévalo: YA. Paúl Loján: PL.

FINANCIAMIENTO

Este estudio fue ﬁnanciado por la Universidad Técnica

Particular de Loja, apoyado por el Departamento de Ciencias

Biológicas y Agropecuarias

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