e-ISSN: 1390-5902
CEDAMAZ, Vol. 13, No. 2, pp. 148–157, Julio–Diciembre 2023
DOI: 10.54753/cedamaz.v13i2.1849
Identificación morfológica de hongos micorrízicos arbusculares en
poblaciones nativas de Cinchona officinalis en la provincia de Loja, Ecuador
Morphological identification of arbuscular mycorrhizal fungi in native populations of
Cinchona officinalis in the Loja province, Ecuador
Yajaira Arévalo 1,* and Paúl Loján 2
1Centro de investigaciones y Servicios de Análisis Químico (CISAQ), Universidad Nacional de Loja, Loja, Ecuador,
yajaira.arevalo@unl.edu.ec
2Departamento de Ciencias Biológicas y Agropecuarias. Facultad de Ciencias Exactas y Naturales. Universidad Técnica Particular de
Loja, Loja, Ecuador, pdlojan@utpl.edu.ec.
*Autor para correspondencia: yajaira.arevalo@unl.edu.ec
Fecha de recepción del manuscrito: 06/04/2023 Fecha de aceptación del manuscrito: 07/08/2023 Fecha de publicación: 30/12/2023
Resumen—Cinchona officinalis (cascarilla) ha sido usada para combatir la fiebre causada por el paludismo, por esta razón ha sido
sobrexplotada en el sur del Ecuador desde la época colonial llegando a diezmar sus poblaciones nativas. Bajo este contexto, es necesario
establecer estrategias que permitan la reintroducción de esta especie en sus zonas originales de distribución. Una de estas estrategias es
la asociación en su fase temprana de desarrollo con hongos micorrízicos arbusculares (HMA). El objetivo de la presente investigación
fue identificar los géneros de HMA asociados a poblaciones naturales de Cinchona officinalis a través de un análisis morfológico de las
esporas apoyado en descripciones del International Collection of Vesicular Arbuscular Mycorrhizal Fungi (INVAM). La zona de estudio
se concentró en cinco sitios del cantón Loja, de donde se extrajeron muestras de rizósfera y raicillas. Posteriormente se instalaron sistemas
trampa para el cultivo de hongos micorrízicos arbusculares con Plantago lanceolata como planta hospedera. Luego de nueve meses del
establecimiento de los sistemas trampa, se calcularon los porcentajes de colonización y longitud de colonización de raíces. El análisis
morfológico de las esporas permitió identificar cuatro géneros de hongos micorrízicos arbusculares: Gigaspora, Funneliformis, Glomus
yAcaulospora, el más abundante fue Glomus, seguido de Acaulospora, mientras que Gigaspora fue el más escaso. El porcentaje de
colonización en raíces de C. officinalis varió entre el 80% a 89%, mientras que el porcentaje de longitud de colonización de raíz tuvo una
variación de entre el 20,97 y 38,12%. Estos resultados sugieren que, en su ecosistema natural, C. officinalis tiene una alta colonización
de hongos micorrízicos, siendo Glomus el género dominante. Los porcentajes de colonización fueron elevados, a diferencia de las plantas
trampa, esto pudo deberse a diferencias en las condiciones ambientales y características del suelo.
Palabras clave—Simbiosis, Conservación, Restauración ecológica, Perturbación, Adaptación.
Abstract—Cinchona officinalis (quinine) has been used to combat fever caused by malaria and other types of fevers, which is why it
has been overexploited in southern Ecuador since colonial times, leading to the decimation of its native populations. In this context, it
is necessary to establish strategies that allow the reintroduction of this species in its original distribution areas. One of these strategies is
the association in its early developmental stage with arbuscular mycorrhizal fungi (AMF). The objective of this research was to identify
the AMF genera associated with natural populations of Cinchona officinalis through a morphological analysis of the spores, based on
descriptions from the International Collection of Vesicular Arbuscular Mycorrhizal Fungi (INVAM). The study area focused on five sites in
the Loja canton, where rhizosphere and root samples were collected. Then, trap systems were established for the cultivation of AMF using
Plantago lanceolata as the host plant. After nine months of establishing the trap systems, colonization percentages and root colonization
length were calculated. The morphological analysis of the spores allowed the identification of four genera of arbuscular mycorrhizal fungi:
Gigaspora,Funneliformis,Glomus, and Acaulospora, with Glomus being the most abundant, followed by Acaulospora, and Gigaspora
being the least common. The percentage of colonization in C. officinalis roots ranged from 80% to 89%, while the percentage of root
colonization length in field samples varied between 20.97% and 38.12%. These results suggest that in its natural ecosystem, C. officinalis
has a high colonization of arbuscular mycorrhizal fungi, with Glomus being the dominant genus. The colonization percentages were high,
unlike the trap plants, which could be attributed to differences in environmental conditions and soil characteristics.
Keywords—Symbiosis, Conservation, Ecological restoration, Disturbance, Adaptation.
INTRODUCCIÓN
Las especies del género Cinchona fueron catalogadas co-
mo “Salvadoras de la Humanidad” (Zevallos, 1989) y
“Planta Nacional del Ecuador” (Acosta-Solis, 1989), al ser
medicina natural de tradición incaica (Villar del Fresno y
Doadrio, 2008), por su uso en el tratamiento de fiebre cau-
sada por el paludismo, desde la época colonial (alrededor
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IDENTIFICACIÓN MORFOLÓGICA DE HONGOS MICORRÍZICOS ARÉVALO et al.
de 1630) (Canales et al., 2020; Júnior et al., 2012; Zevallos,
1989). La Corona Española declaró a los bosques de cascari-
lla de las colinas cercanas a Loja como Reserva Real en 1751
(Crawford, 2016) con la finalidad de proveer de Cinchona a
la Farmacia Real de Madrid (Fernández-Pérez et al., 2004).
C. officinalis, quina o cascarilla, es una especie endémi-
ca del Valle de Loja (Acosta-Solis, 1946; Garmendia, 2005),
pertenece a la familia Rubiaceae. Posee hojas simples, en-
teras, de disposición opuesta e inflorescencias cimosas com-
pletas (Villar del Fresno y Doadrio, 2008). El género Cincho-
na está compuesto por árboles y arbustos que pueden alcan-
zar hasta 20 m de altura con un diámetro entre 15 y 20 cm
(Júnior et al., 2012) de madera liviana con poco brillo (Feijoó
et al., 2019).
Los árboles de Cinchona tienen una amplia distribución;
se han encontrado especímenes desde Costa Rica hasta Boli-
via (Andersson, 1998) en un gradiente altitudinal desde 640
a 3200 m s.n.m., pueden ser encontrados en la mayoría de
bosques andinos en las estribaciones oriental y occidental de
la Cordillera de los Andes (López, 2016), pero la cascari-
lla de Loja fue considerada como la mejor según curanderos
y shamanes de la época quienes poseían sus propios méto-
dos para evaluar e identificar los diferentes tipos de corte-
za (Crawford, 2016; Fernández-Pérez et al., 2004; Moraes
et al., 2006). Es así que la cascarilla fue explotada por más
de un siglo en los sectores Cajanuma y Uritusinga (Armijos-
González y Pérez-Ruiz, 2016), provocando que toneladas de
corteza fueran enviadas a diferentes partes del mundo (Nair,
2010). La importancia medicinal de la quina radica en sus
componentes químicos propios de la familia Rubiaceae: qui-
nina, quinidina, cinconina, cinconidina y diastereoisómeros
(Aymard, 2019; Bajtai et al., 2020; Canales et al., 2020;
Choong, 2009; Nair, 2010).
Desde el siglo XVIII, los bosques de Cinchona fueron per-
turbados en su hábitat natural al ser descortezados y talados,
sin considerar criterios para su conservación (Fernández-
Pérez et al., 2004). Los avances científicos promovieron que
en el siglo XX los compuestos químicos provenientes de Cin-
chona fueran sintetizados, lo que ocasionó que la demanda
de corteza de C. officinalis disminuyera, reduciendo la pre-
sión sobre los bosques andinos donde se desarrolla esta es-
pecie (Armijos-González y Pérez-Ruiz, 2016). Sin embargo,
actividades antrópicas como la conversión de bosques ha-
cia áreas donde se practica la agricultura y ganadería conti-
núan ejerciendo presión sobre los bosques andinos (Aymard,
2019), lo cual ha generado consecuencias severas para los re-
manentes de C. officinalis y los bosques andinos en general,
ya que ha resultado en una reducción de la diversidad ge-
nética y endogamia de las especies que habitan estas zonas
(Cueva-Agila et al., 2019).
En la actualidad las especies de C. officinalis están expues-
tas a problemas de conservación y regeneración natural, y
la vegetación original de sus zonas de distribución ha sido
eliminada casi en su totalidad (Villar del Fresno y Doadrio,
2008). A pesar de que C. officinalis tiene una alta capacidad
de formar semillas, la regeneración natural de esta especie es
baja, debido a la especificidad en los requerimientos de cre-
cimiento y germinación de la especie, esto ha provocado que
exista escasez de condiciones para su crecimiento y conser-
vación (Armijos-González y Pérez-Ruiz, 2016). La semilla
de C. officinalis tiene un bajo nivel de pureza y viabilidad y
características recalcitrantes, lo que provoca que no puedan
ser conservadas por largos periodos de tiempo, dificultando
la propagación sexual de la especie (Caraguay-Yaguana et
al., 2016). Esto ha provocado que la diversidad y población
de C. officinalis no se pueda recuperar y cada vez sea más
difícil de encontrar en los bosques andinos (López, 2016).
La especificidad de condiciones para la propagación y re-
generación de Cinchona officinalis, está ligada a las pobla-
ciones de microorganismos que interactúan en las raíces de
las especies en regiones montañosas (Jäger et al., 2007). En
los Andes existe una gran diversidad de hongos que se rela-
cionan de forma simbiótica con las especies vegetales, don-
de las plantas reciben nutrientes como el fósforo y nitrógeno
proveniente del suelo (Barnes et al., 2016). Las micorrizas
arbusculares son asociaciones simbióticas entre las raíces de
las plantas y hongos del suelo, que son capaces de mejorar la
absorción de nutrientes y agua por parte de la planta. Estos
hongos son muy comunes en la naturaleza llegando a esta-
blecer relaciones simbióticas con más del 80% de las plantas
terrestres (Smith y Read, 2010).
En el contexto de la introducción de especies forestales,
las micorrizas arbusculares también juegan un papel impor-
tante, siendo esenciales para el éxito de la restauración de
bosques tropicales, ya que pueden mejorar la supervivencia
y el crecimiento de las plántulas introducidas (Urgiles et al.,
2009). Las estrategias para ayudar al establecimiento y cre-
cimiento de plántulas de C. officinalis se basan en la sim-
biosis y caracterización de hongos micorrízicos arbuscula-
res (HMA) y su ubicación en diferentes escalas geográficas
(Haug et al., 2010). Por lo tanto, el objetivo del presente tra-
bajo fue identificar los principales géneros de HMA que se
encuentran asociados con C. officinalis en el valle de Loja,
evaluar la colonización micorrízica natural de la especie y
generar aportes importantes para el conocimiento local rela-
cionado con la regeneración de C. officinalis en asociación
con HMA y su posterior incorporación a bosques naturales
de la zona o para su inoculación en la fase de propagación en
vivero. Para esto, se evaluó también la morfología y porcen-
tajes de colonización en plantas trampa Plantago lanceolata
para detectar, monitorear y evaluar la presencia y actividad
de organismos específicos en el suelo.
MATERIALES Y MÉTODOS
Zona de estudio
La zona de estudio se ubicó en el cantón Loja y provincia
de Loja, Ecuador, latitud: 3°59.588’ S, longitud 79°12.253’
O donde se recolectaron muestras de rizósfera y raicillas de
individuos adultos de cascarilla de cinco sectores diferentes:
i) Parque Nacional Podocarpus (sector Cajanuma), ii) Gra-
nadillos, iii) Congoya, iv) Yamburara y v) Uritusinga (Figura
1).
Recolección de raicillas y rizósfera
Una vez identificados los remanentes de C. officinalis, jun-
to a la base de cada árbol se realizó un agujero de ~15 cm en
el suelo de donde se extrajeron raicillas y suelo de rizósfera,
la recolección se realizó en 10 individuos adultos excepto en
el sector de Uritusinga donde solo se encontraron especíme-
nes jóvenes (tres años). Las muestras de raicillas fueron con-
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Fig. 1: Caracterización de los sitios de colecta de muestras de rizósfera y raicillas de individuos adultos de cascarilla.
servadas usando tubos Falcon de 50 ml con alcohol al 70%,
mientras que las muestras de suelo rizosférico se colocaron
en bolsas selladas y rotuladas, y se trasladaron al Laboratorio
de Cultivo y Conservación de microorganismos de la Univer-
sidad Técnica Particular de Loja, donde se conservaron en
refrigeración a 4 ºC hasta su uso.
Instalación de plantas trampa
Debido a la naturaleza de simbiontes obligados de los
HMA, se utilizó Plantago lanceolata como planta hospedera
para el establecimiento de los cultivos trampa. Se utilizó un
sustrato a base de arena de mina y tierra en proporción 2:1,
v/v. El sustrato fue esterilizado una vez durante 20 minutos
(120 °C, 1,1kgf/cm2) y se colocó en macetas de 1 kg (75%
de su volumen). Para el establecimiento de los cultivos tram-
pa de HMA, se pesaron 100 g de suelo rizosférico (suelo de
rizósfera + raicillas) de cada árbol y se realizó una muestra
compuesta por cada sitio. De esta muestra se prepararon sie-
te cultivos trampa de HMA por sitio. Cada maceta contenía
~750 g de sustrato desinfectado, 100 g de suelo rizosférico
y 10 semillas desinfectadas de P. lanceolata. Las macetas se
colocaron dentro de fundas sunbag (Sigma-Aldrich) y per-
manecieron en el invernadero durante nueve meses desde la
siembra hasta la cosecha para análisis de las esporas y raí-
ces (Walker, 1999), se instalaron también siete macetas de
plantas testigo con sustrato y semilla desinfectado sin suelo
rizosférico de campo ni raicillas.
Aislamiento de esporas
El aislamiento de las esporas de HMA se hizo tanto de
las muestras de suelo colectadas del campo (días luego del
muestreo) como de los cultivos trampa (al finalizar los 9 me-
ses de establecimiento de los cultivos). En ambos casos se si-
guió el procedimiento propuesto por Gerdemann y Nicolson
(1963). Como primer paso se prepararon muestras compues-
tas de suelo por cada sitio (la primera en el momento de la
instalación y la segunda al aislar las esporas). Para ello, se
colectaron 100 g de suelo de cada cultivo trampa, la muestra
se colocó en un recipiente, al cual se añadió agua corriente
y se agitó con una varilla de vidrio por cinco minutos hasta
disolver los agregados de suelo. Luego de revolver, se esperó
30 segundos para que los materiales pesados se precipitaran
y se vertió el sobrenadante sobre dos tamices de 125 µm y 45
µm, apilados en ese orden desde arriba hacia abajo. Se repitió
este proceso hasta que el agua del recipiente con la muestra
de suelo hubiera tomado un color transparente claro. Los só-
lidos retenidos en los dos tamices fueron colocados en tubos
Falcon de 50 ml, se añadieron 40 ml de agua destilada y se
centrifugaron a 3500 revoluciones durante tres minutos y se
eliminó el sobrenadante para desechar la materia orgánica en
exceso procedente del suelo rizósferico. En el siguiente pa-
so, se agregó a los tubos 40 ml de una solución de sacarosa al
70%, se agitó la mezcla hasta disolver el pellet de suelo y se
llevó a la centrífuga a las condiciones descritas. Terminado
este proceso se colocó el sobrenadante sobre un tamiz de 38
µm y se lavó bajo un chorro de agua, los sólidos fueron co-
locados en un tubo Falcon con agua destilada y refrigerados
para su posterior análisis.
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